Марат Зиявдинович Саидов
Клеточные и молекулярные механизмы патогенеза иммуновоспалительных ревматических заболеваний
Резюме
Настоящая глава обобщает предшествующие материалы, посвящённые молекулярно-клеточному базису стерильного воспаления при ИВРЗ. Концептуальные основы патогенеза ИВРЗ, в соответствии с современными представлениями, отводят реактивности врождённого и адаптивного иммунитета роль сенсора провоспалительных внутри- и внеклеточных DAMPs, появляющихся при изменениях гомеостаза рыхлой волокнистой неоформленной соединительной ткани. Поскольку эволюционное предназначение системы иммунитета состоит в сохранении структурно-функциональной целостности внутренней среды организма, PRR-DAMP взаимодействия составляют патогенетическую основу стерильного воспаления при ИВРЗ. Это фундаментальное положение подтверждает известный тезис: иммунологический гомеостаз – есть гомеостаз структурный [7].
Фагоцитарная активность клеток макрофагально-моноцитарного гистогенеза в отношении утилизации тканевого и клеточного детрита (клетки-мусорщики), по сути, является главным эволюционным предназначением этих клеток и сводится к функции поддержания гомеостатических тканевых параметров в пределах физиологических норм. Именно эта функциональная направленность Мф является эволюционно закреплённой и именно ей придавал главенствующее значение автор открытия этих клеток наш великий соотечественник И. И. Мечников. Участие Мф в анти-инфекционном иммунитете является частным примером адаптации макрофагальной активности в отношении индукции иммунного ответа.
Логическим следствием систематического анализа результатов исследований “сигналов опасности/тревоги”, появляющихся при повреждении тканей, стало появление в 1994 г. “теории опасности” Polly Matzinger. Идеологическим базисом этой теории является положение о том, что воспалительный иммунный ответ индуцируется указанными сигналами опасности/тревоги от поврежденных тканей, а не распознаванием “не-я”. Подобное положение коренным образом изменило наше понимание иммунопатогенеза многих заболеваний и прежде всего ИВРЗ. Надо отдать должное дару научного предвидения и глубине анализа научных фактов Polly Matzinger, поскольку основные положения этой теории лежат в основе современных представлений о патогенезе стерильного воспаления при ИВРЗ.
В процессах тканевой деструкции, некроза клеток и РГК появляются триггеры стерильного воспаления при ИВРЗ – провоспалительные DAMPs. Уникальной чертой провоспалительных DAMPs является их способность взаимодействовать с DAMP-чувствительными рецепторами, прежде всего с рецепторами врождённого иммунитета – PRR-рецепторами. Широкая распространённость этих рецепторов как на клетках врождённого иммунитета, так и на клетках тканей различного гистогенеза (таблица 2) позволяет им непрерывно сканировать состояние тканевого гомеостаза организма в целом и немедленно реагировать на появление провоспалительных DAMPs. При этом определение сывороточных провоспалительных DAMPs при ИВРЗ имеет несомненное диагностическое значение, а расчёт соотношения DAMP: SAMP позволяет определить этап стерильного воспаления.
Генерализованность патофизиологических эффектов провоспалительных DAMPs и, соответственно, системность и полиорганность поражения тканей и внутренних органов при ИВРЗ обусловлено широкой распространённостью рецепторов к “сигналам опасности”. При ИВРЗ следствием активности мембранного и внутриклеточного аппарата DAMP-чувствительных рецепторов является прогрессирующее течение стерильного воспаления и полиорганность поражения.
С учётом того, что, в частности, PRR-DAMPs взаимодействия являются триггерами активации врождённого иммунитета, ИВРЗ можно отнести к категории системных стерильных аутовоспалительных процессов. Сопутствующая этим процессам гиперпродукция IL-1β и IL-1α обуславливает мобилизацию эффекторных клеток адаптивной иммунной системы, способствуя экспансии аутореактивных Th1- и Th17-лимфоцитов и ингибируя активность регуляторных Т-лимфоцитов (Treg). Указанные “лимфоцитарные” процессы индуцируют собственно адаптивный аутоиммунный ответ.
Дополнительный вклад в инициирование, усиление, генерализацию и разрешение стерильного воспаления при ИВРЗ вносит перекрёстная реактивность DAMP-чувствительных рецепторов, т. е. способность двух или более этих рецепторов взаимодействовать с одним типом DAMP и синергически генерировать множественные эффекторные реакции.
Стерильное воспаление является многоступенчатым процессом, при котором индуцируется последовательность реакций, опосредованных лейкоцитами и резидентными клетками макрофагально-моноцитарного ряда, направленных на очищение очага воспаления от клеточного и тканевого детрита, а также провоспалительных DAMPs, присутствующих в locus morbi, с последующим восстановлением гомеостаза поврежденной ткани. Инициация этих процессов начинается с этапа острого воспаления. Однако неконтролируемая активность клеток острого воспаления может быть причиной стойкого повреждения тканей, лежащих в основе нозологических форм ИВРЗ. В ситуации, когда стерильный стимул не устранён, существенно возрастает вероятность хронизации воспаления и продолжения повреждения тканей.
Формирование КВИ при системном стерильном воспалении также зависит от хорошо организованной трансэндотелиальной миграции Нф – rTEM. При rTEM документируются процессы миграции Нф из очага стерильного воспаления обратно в сосудистую сеть. Эту функцию выполняет группа Нф, конститутивно экспрессирующая внутриклеточную адгезионную молекулу-1 – ICAM1high высокой плотности и рецептор-1 к хемокинам группы CXC низкой плотности – CXCR1low. Не исключается роль rTEM в разрешении очага продуктивного воспаления. Не меньшая роль в определении клеточного состава КВИ в locus morbi принадлежит миграционной активности резидентных клеток макрофагально-моноцитарного ряда и фибробластам.
Хемоаттрактантами в случаях трансэндотелиальной и трансмезотелиальной миграции Мф служит градиент провоспалительных DAMPs, продуцирующихся в очаге стерильного воспаления.
В развитии DAMP-опосредованного стерильного воспаления при ИВРЗ видное место занимает феномен кросс-презентации. На основе презентации экзогенных, внеклеточных, DAMPs из интернализованных белков и трансформированных или умирающих клеток с молекулами МНС класса I CD8+Т-цитотоксическим лимфоцитам активируется специфический адаптивный иммунитет.
Также, в полном соответствии с “теорией опасности” Polly Matzinger, активированные через DAMP-специфические TLR-рецепторы ДК принимают участие в мониторинге тканевого гомеостаза in situ, что позволяет непрерывно взаимодействовать с DAMPs, высвобождающимися в ходе системной прогрессирующей дезорганизации рыхлой волокнистой неоформленной соединительной ткани, некротической гибели клеток и РГК при ИВРЗ. Это приводит к эффективной кросс-презентации дендритными клетками пептидных “соединительнотканных” DAMPs и индукции аутореактивных CD8+Т-лимфоцитов.
При стерильном воспалении не менее патогенетически значима аутофагия. Лизосомальный протеолиз эндогенных цитозольных и ядерных пептидов, их доставка в загрузочные отсеки МНС класса II с последующей экспрессией на АПК индуцирует DAMP-специфический адаптивный иммунный ответ. Также важно участие аутофагии, точнее, белков аутофагии (Atg-белков), в кросс-презентации DAMP-пептидов на MHC класса I в ДК.
Модель функциональной сопряжённости и взаимодополняемости ILCs и Th-CD4+Т-клеток расширило наши представления об иммунной регуляции, распространив активность врождённого и адаптивного иммунитета в область поддержания тканевого гомеостаза, морфогенеза, репарации, регенерации и воспаления. Следствием PRR-DAMP взаимодействия тканевых ILCs и последующего подключения клеточных пар ILC-Th при ИВРЗ является индукция прогрессирующего системного стерильного воспаления.
Таким образом, представленные в настоящем обзоре материалы отражают различные аспекты патогенеза стерильного воспаления при ИВРЗ. Эти материалы, а также материалы предшествующих обзоров, отражают полную картину современных представлений о молекулярно-клеточных основах патогенеза ИВРЗ и определяют перспективные молекулярные и клеточные мишени с целью регуляции и/или ингибирования активности стерильного воспаления при ИВРЗ.
Литература
1. Бернет Ф. Клеточная иммунология. Мир. 1971 г. 541 с.
2. Воспаление. Руководство для врачей. Под ред. В. В. Струкова, В. С. Паукова. М.: Медицина, 1995. С. 219.
3. Потапнев М. П. Иммунные механизмы стерильного воспаления // Иммунология, 2015. Т. 36, № 5. С.312–318.
4. Саидов М. З. DAMP-опосредованное воспаление и регулируемая гибель клеток при иммуновоспалительных ревматических заболеваниях // Медицинская иммунология, 2023. Т. 25, № 1. С. 7–38. doi: 10.15789/1563–0625-DMI-2557
5. Саидов М. З. Аутофагия, апоптоз, некроптоз, пироптоз и нетоз в патогенезе иммуновоспалительных ревматических заболеваний» // Медицинская иммунология, 2022. Т. 24, № 4. С. 659–704. doi: 10.15789/1563–0625-AAN-2482.
6. Саидов М. З. Патогенетическое значение клеточного инфильтрата при иммуновоспалительных ревматических заболеваниях // Медицинская иммунология, 2021. Т. 23, № 6. С.1239–1274. doi.:10.15789/1563–0625-PVO-2386.
7. Струков А. И., Бегларян А. Г. Патологическая анатомия и патогенез коллагеновых болезней. Медгиз. 1963 г. 323 с.
8. Abdulahad D. A., Westra J., Bijzet J., Limburg P. C., Kallenberg C. G., Bijl M. High mobility group box 1 (HMGB1) and anti-HMGB1 antibodies and their relation to disease characteristics in systemic lupus erythematosus. Arthritis Res. Ther., 2011;13(3):R71. doi: 10.1186/ar3332
9. Ahrens S., Zelenay S., Sancho D., Hanč P., Kjær S., Feest, C., Fletcher G., Durkin C., Postigo A., Skehel M., Batista F., Thompson B., Way M., Reis e Sousa C., Schulz O. (2012). F-Actin Is an Evolutionarily Conserved Damage-Associated Molecular Pattern Recognized by DNGR-1, a Receptor for Dead Cells. Immunity, 2012, Vol.36, no.4, pp. 635–645. doi:10.1016/j.immuni.2012.03.008
10. Almeida F. F., Belz G. T. Innate lymphoid cells: models of plasticity for immune homeostasis and rapid responsiveness in protection. Mucosal Immunol. 2016; Vol.9, no.5, pp.1103–1112. doi: 10.1038/mi.2016.64
11. Ayres-Sander C. E., Lauridsen H., Maier C. L., Sava P., Pober J. S., Gonzalez A. L. Transendothelial migration enables subsequent transmigration of neutrophils through underlying pericytes. 2013, PLOS ONE 8(3), e6002 doi: 10.1371/journal.pone.0060025.
12. Babelova A., Moreth K., Tsalastra-Greul W., Zeng-Brouwers J., Eickelberg O., Young M. F., Bruckner P., Pfeischifter J., Schaefer R. M., Grone H-J., Schaefer L. Biglycan, a danger signal that activates the NLRP3 inflammasome via Toll-like and P2X receptors. Journal of Biological Chemistry, 2009, Vol.284, no.36, pp. 24035–24048. doi: 10.1074/jbc.M109.014266.
13. Bertheloot D. Latz E. HMGB1, IL-1alpha, IL-33 and S100 proteins: dual-function alarmins. Cell Mol. Immunol. 2017, Vol.14, no.1, pp.43–64. doi: 10.1038/cmi.2016.34.
14. Binder R. J. Functions of heat shock proteins in pathways of the innate and adaptive immune system. J. Immunol. 2014, Vol.193, no.12, pp.5765–5771. doi: 10.4049/jimmunol.1401417
15. Blander J. M. Regulation of the Cell Biology of Antigen Cross-Presentation. Annual Review of Immunology, 2018, Vol.36, no.1, pp.717–753. doi:10.1146/annurev-immunol-041015–055523
16. Block H., Herter J. M., Rossaint J., Stadtmann A., Kliche S., Lowel C. A., Zarbock A. Crucial role of SLP-76 and ADAP for neutrophil recruitment in mouse kidney ischemia-reperfusion injury. J. Exp. Med. 2012, Vol.209, no.2, pp.407–421. doi: 10.1084/jem.20111493.
17. Boniface K., Passeron T., Seneschal J., Tulic M. K. Targeting innate immunity to combat cutaneous stress: the vitiligo perspective. Front Immunol. 2021;12:613056. doi.org/10.3389/fimmu.2021.613056
18. Bouchon A., Facchetti F., Weigand M. A., Colonna M. TREM-1 amplifies inflammation and is a crucial mediator of septic shock. Nature, 2001, Vol.410, no.6832, pp.1103–1107. doi: 10.1038/35074114.
19. Brenu E. W., Staines D. R., Tajouri L., Huth T., Ashton K. J., Marshall-Gradisnik S. M. Heat shock proteins and regulatory T cells. Autoimmune Dis., 2013, pp.1–8. doi:10.1155/2013/813256
20. Broz P., Dixit V. M. Inflammasomes: mechanism of assembly, regulation and signalling. Nat. Rev. Immunol., 2016, Vol.16, no.7, pp. 407–420. doi: 10.1038/nri.2016.58
21. Buckley C. D., Ross E. A., McGettrick H. M., Osborne C. E., Haworth O., Schmutz C., Stone P. C., Salmon M., Matharu N. M., Vohra R. K., Nash G. B., Rainger G. E. Identification of a phenotypically and functionally distinct population of long-lived neutrophils in a model of reverse endothelial migration. J. Leukoc. Biol., 2006, Vol.79, no.2, pp.303–311. doi: 10.1189/jlb.0905496.
22. Caielli S., Athale S., Domic B., Murat E., Chandra M., Banchereau R., Baisch J., Phelps K., Clayton S., Gong M., Wright T., Punaro M., Palucka K., Guiducci C., Banchereau J., Pascual V. Oxidized mitochondrial nucleoids released by neutrophils drive type I interferon production in human lupus. J. Exp. Med., 2016, Vol.213, no.5, pp. 697–713. doi: 10.1084/jem.20151876.
23. Carman C.V., Sage P. T., Sciuto T. E., de la Fuente M. A., Geha R. S., Ochs H. D., Dvorak H. F., Dvorak A. M., Springer T. A. Transcellular diapedesis is initiated by invasive podosomes. Immunity, 2007, Vol.26, no.6, pp.784–797. doi: 10.1016/j.immuni.2007.04.015.
24. Cerezo A., L., Šumová, B., Prajzlerová, K., Veigl, D., Damgaard, D., Nielsen, C. H., Pavelka К, Vencovský J., Šenolt, L. Calgizzarin (S100A11): a novel inflammatory mediator associated with disease activity of rheumatoid arthritis. Arthritis Research Therapy, 2017, Vol.19(1):79. doi:10.1186/s13075–017–1288-y
25. Chan T. Y., Yen C. L., Huang Y. F., Lo P. C., Nigrovic P. A., Cheng C. Y., Wang W. Z., Wu S. Y., Shieh C. C. Increased ILC3s associated with higher levels of IL-1beta aggravates inflammatory arthritis in mice lacking phagocytic NADPH oxidase. Eur. J. Immunol. 2019, Vol.49, no.11, pp.2063–2073. doi: 10.1002/eji.201948141.
26. Chen C. J., Kono H., Golenbock D., Reed G., Akira S., Rock K. L. Identification of a key pathway required for the sterile inflammatory responsetriggered by dying cells. Nat. Med. 2007, Vol.13, no.7, pp.851–856. doi: 10.1038/nm1603.
27. Chen C. J., Shi Y., Hearn A., Fitzgerald K., Golenbock D., Reed G., Akira S., Rock K. L. MyD88-dependent IL-1 receptor signaling is essential for gouty inflammation stimulated by monosodium urate crystals. J. Clin. Invest. 2006, Vol.116, no.8, pp. 2262–2271. doi: 10.1172/JCI28075.
28. Chen G. Y., Nunez G. Sterile inflammation: sensing and reacting to damage. Nat. Rev. Immunol., 2010, Vol.10, no.12, pp.826–837. doi: 10.1038/nri2873.
29. Chiba, S., Ikushima H., Ueki H., Yanai H., Kimura Y., Hangai S., Nishio J., Negishi H., Tamura T., Saijo S., Iwakura Y., Taniguchi T. Recognition of tumor cells by Dectin-1 orchestrates innate immune cells for anti-tumor responses. eLife, 3, e04177, 2014. doi: 10.7554/eLife.04177.
30. Colom B., Bodkin J. V., Beyrau M., Woodfin A., Ody C., Rourke C., Chavakis T., Brohi K., Imhof B., Nourshargh S. Leukotriene B4–neutrophil elastase axis drives neutrophil reverse transendothelial cell migration in vivo. Immunity, 2015, Vol.42, no.6, pp.1075–1086. doi: 10.1016/j.immuni.2015.05.010.
31. Comber J. D., Robinson T. M., Siciliano N. A., Snook A. E., Eisenlohr L. C. Functional macroautophagy induction by influenza A virus without a contribution to MHC-class II restricted presentation. J. Virol., 2011, Vol.85, no.13, pp.6453–6463. doi: 10.1128/JVI.02122–10.
32. De Rivero Vaccari J. C., Brand F. J., Berti A. F., Alonso O. F., Bullock M. R., Vaccari J. P. Mincle signaling in the innate immune response after traumatic brain injury. J. Neurotrauma, 2005, Vol.32, no.4, pp. 228–236. doi: 10.1089/neu.2014.3436.
33. Dengjel J., Schoor O., Fischer R., Reich M., Kraus M., Muller M., Kreymborg K., Altenberend F., Brandenburg J., Kalbacher H., Brock R., Driessen C., Rammensee H. G., Stevanovic S. Autophagy promotes MHC class II presentation of peptides from intracellular source proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2005, Vol.102, no.22, pp. 7922–7927. doi: 10.1073/pnas.0501190102
34. De Oliveira S., Rosowski E. E., Huttenlocher A. Neutrophil migration in infection and wound repair: going forward in reverse. Nat. Rev. Immunol., 2016, Vol. 16, pp. 378–391. doi.org/10.1038/nri.2016.49
35. Deppermann C., Kubes P. Start a fire, kill the bug: the role of platelets in inflammation and infection. Innate Immun.,2018, Vol.24, no.6, pp.335–348. doi: 10.1177/1753425918789255.
36. Di Virgilio F., Dal Ben D., Sarti A. C., Giuliani A. L., Falzoni S. The P2X7 receptor in infection and inflammation. Immunity, 2017, Vol.47, no.1, pp.15–31. doi: 10.1016/j.immuni.2017.06.020.
37. Duvvuri B., Pachman L. M., Morgan G., Khojah A. M., Klein-Gitelman M., Curran M. L., Doty S., Lood C. Neutrophil extracellular traps in tissue and periphery in juvenile dermatomyositis. Arthritis Rheumatol., 2020, Vol.72, no.2, pp. 348–358. doi: 10.1002/art.41078.
38. Eigenbrod T., Park J. H., Harder J., Iwakura Y., Nunez G. Cutting edge: critical role for mesothelial cells in necrosis-induced inflammation through the recognition of IL-1α released from dying cells. J. Immunol., 2008, Vol.181, no.12, pp.8194–8198. doi: 10.4049/jimmunol.181.12.8194
39. Fayyaz A., Kurien B. T., Scofield R. H. Autoantibodies in Sjögren’s syndrome. Rheum. Dis. Clin. North Am., 2016, Vol.42, no.3, pp. 419–434. doi: 10.1016/j.rdc.2016.03.002
40. Fehres C. M., Kalay H., Bruijns S. C., Musaafir S. A., Ambrosini M., Bloois L., Vliet S. J., Storm G., Garcia-Vallejo J. J., Kooyk Y. Cross-presentation through langerin and DC-SIGN targeting requires different formulations of glycan-modified antigens. J. Control Release, 2015, Vol. 203, pp.67–76. doi: 10.1016/j.jconrel.2015.01.040.
41. Frangou E., Vassilopoulos D., Boletis J., Boumpas D. T. An emerging role of neutrophils and NETosis in chronic inflammation and fibrosis in systemic lupus erythematosus (SLE) and ANCA-associated vasculitides (AAV): implications for the pathogenesis and treatment. Autoimmun. Rev., 2019, Vol.18, no.8, pp.751–760. doi: 10.1016/j.autrev.2019.06.011
42. Fu, L., Han L., Xie C., Li W., Lin L., Pan S., Zhou Y., Li Z., Jin M., Zhang A. Identification of extracellular actin as a ligand for triggering receptor expressed on myeloid cells-1 signaling. Front. Immunol., 2017, Vol.8, 917. doi.org/10.3389/fimmu.2017.00917.
43. Gabay C., Lamacchia C., Palmer G. IL-1 pathways in inflammation and human diseases. Nature Rev. Rheumatol., 2010, Vol. 6, no.4, pp. 232–241. doi: 10.1038/nrrheum.2010.4.
44. Girbl T., Lenn T., Perez L., Rolas L., Barkaway A., Thiriot A., Fresno C. D., Lynam E., Hub E., Thelen M., Graham G., Alon R., Sancho D., Andrian U. H., Voisin M-B., Rot A., Nourshargh S. Distinct compartmentalization of the chemokines CXCL1 and CXCL2 and the atypical receptor ACKR1 determine discrete stages of neutrophil diapedesis. Immunity, 2018, Vol.49, no.6, pp.1062–1076. doi: 10.1016/j.immuni.2018.09.018.
45. Goldstein R. S., Bruchfeld A., Yang L., Qureshi A. R., Gallowitsch-Puerta M., Patel N. B., Huston B. J., Chavan S., Rosas-Ballina M., Gregersen P. K., Czura C. J., Sloan R. P., Sama A. E., Tracey K. J. Cholinergic anti-inflammatory pathway activity and High Mobility Group Box-1 (HMGB1) serum levels in patients with rheumatoid arthritis. Mol Med. 2007, Mar-Apr;13(3–4):203–209. doi: 10.2119/2006–00108.Goldstein.
46. Gong T., Liu L., Jiang W., Zhou R. DAMP-sensing receptors in sterile inflammation and inflammatory diseases. Nature Reviews Immunology, 2020, Vol.20, no.2, pp.95–112. doi:10.1038/s41577–019–0215–7.
47. Gong Y., Koh D. R. Neutrophils promote inflammatory angiogenesis via release of preformed VEGF in an in vivo corneal model. Cell Tissue Res., 2010, Vol. 339, no.2, pp. 437–448. doi: 10.1007/s00441–009–0908–5.
48. Halle A., Hornung V., Petzold G. C., Stewart C. R., Monks B. G., Reinheckel T., Fitzgerald K. A., Latz E., Moore K. J., Golenbock D. T. The NALP3 inflammasome is involved in the innate immune response to amyloid-β. Nature Immunol., 2008, Vol.9, no.8, pp. 857–865. doi: 10.1038/ni.1636.
49. Hangai S., Ao T., Kimura Y., Matsuki K., Kawamura T., Negishi H., Nishio J., Kodama T., Taniguchi T., Yanai H. PGE2 induced in and released by dying cells functions as an inhibitory DAMP. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016, Vol.113, no.14, pp.3844–3849. doi.org/10.1073/pnas.1602023113.
50. Harding, S. M., Benti J. L., Irianto J., Discher D. E., Minn A. J., Greenberg R. A. Mitotic progression following DNA damage enables pattern recognition within micronuclei. Nature, 2017, Vol.548, no.7668, pp.466–470. doi: 10.1038/nature23470.
51. Hardison S. E., Brown G. D. C-type lectin receptors orchestrate antifungal immunity. Nat. Immunol., 2012, Vol.13, no.9, pp.817–822. doi: 10.1038/ni.2369.
52. Hepworth M. R., L. A. Monticelli T. C. Fung C. G. Ziegler S. Grunberg R. Sinha A. R. Mantegazza H. L. Ma A. Crawford J. M. Angelosanto J. V., Wherry E. J., Koni P. A., Bushman F. D., Elson C. O., Eberl G., Artin D., Sonnenberg G. F. Innate lymphoid cells regulate CD4+ T-cell responses to intestinal commensal bacteria. Nature, 2013, Vol.498, no.7452, pp.113–117. doi.org/10.1038/ nature12240.
53. Hu B., Jin C., Li H-B., Tong J., Ouyang X., Cetinbas N. M., Zhu S., Strowig T., Lam F. C., Zhao C., Henao-Mejia J., Yimaz O., Fitzgerald K. A., Eisenbarth S. C., Elinav E., Flavell R. A. The DNA-sensing AIM2 inflammasome controls radiation-induced cell death and tissue injury. Science, 2016, Vol.354, no.6313, pp.765–768. doi: 10.1126/science.aaf7532.
54. Huang Q. Q., Sobkoviak R., Jockheck-Clark A. R., Shi B., Mandelin A. M., Tak P. P., Haines G. K., Nicchitta C. V., Pope R. M. Heat shock protein 96 is elevated in rheumatoid arthritis and activates macrophages primarily via TLR2 signaling. J. Immunol. 2009, Vol.182, no.8, pp.4965–4973. doi: 10.4049/jimmunol.0801563.
55. Huber-Lang M., Lambris J. D., Ward P. A. Innate immune responses to trauma. Nat. Immunol., 2018, Vol. 19, no.4, pp.327–341. doi.org/10.1038/s41590–018–0064–8.
56. Hudson B. I. Lippman M. E. Targeting RAGE signaling in inflammatory disease. Annu. Rev. Med., 2018, Vol. 69, pp.349–364. doi.org/10.1146/annurev-med-041316–085215.
57. Huysamen C., Willment J. A., Dennehy K. M., Brown G. D. CLEC9A is a novel activation C-type lectin-like receptor expressed on BDCA3+ dendritic cells and a subset of monocytes. J. Biol. Chem., 2008, Vol.283, no.24, pp.16693–16701. doi: 10.1074/jbc.M709923200.
58. Ireland J. M., Unanue E. R. Autophagy in antigen-presenting cells results in presentation of citrullinated peptides to CD4 T cells. J. Exp. Med., 2011, Vol. 208, no.13, pp.2625–2632. doi: 10.1084/jem.20110640.
59. Janeway, C. A. Approaching the Asymptote? Evolution and Revolution in Immunology. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology, 1989, Vol. 54, Pt.1, pp. 1–13. doi:10.1101/sqb.1989.054.01.003.
60. Jay T. R., von Saucken V. E., Landreth G. E. TREM2 in neurodegenerative diseases. Mol. Neurodegener., 2017, 12, 56. doi.org/10.1186/s13024–017–0197–5
61. Jenkins S. J., Rucker I. D., Cook P. C., Jones L. H., Finkelman F. D., Local macrophage proliferation, rather than recruitment from the blood, is a signature of TH2 inflammation. Science, 2011, Vol.332, no.6035, pp.1284–1288. doi: 10.1126/science.1204351.
62. Joffre O. P., Segura E., Savina A., Amigorena S. Cross-presentation by dendritic cells. Nature Reviews Immunology, 2012, Vol.12, no.8, pp.557–569. doi:10.1038/nri3254.
63. Jog N. R., Blanco I., Lee I., Putterman C., Caricchio R. Urinary high-mobility group box-1 associates specifically with lupus nephritis class V. Lupus, 2016, Vol.25, no.14, pp.1551–1557. doi: 10.1177/0961203316644331.
64. Jones H. R., Robb C. T., Perretti M., Rossi A. G. The role of neutrophils in inflammation resolution. Semin. Immunol., 2016, Vol.28, no.2, pp.137–145. doi: 10.1016/j.smim.2016.03.007.
65. Jongbloed S. L., Kassianos A. J., McDonald K. J., Clark G. J., Ju X., Angel C. E., Chen C. J., Dunbar P. R., Wadley R. B., Jeet V., Vulink J. A., Hart D. N., Radford K. J. Human CD141+(BDCA-3)+dendritic cells (DCs) represent a unique myeloid DC subset that cross-presents necrotic cell antigens. The Journal of Experimental Medicine, 2010, Vol.207, no.6, pp. 1247–1260. doi:10.1084/jem.20092140.
66. Karmakar, M., Katsnelson, M. A. Dubyak, G. R. Neutrophil P2X7 receptors mediate NLRP3 inflammasome-dependent IL-1beta secretion in response to ATP. Nat. Commun. 2016, 7, 10555. doi.org/10.1038/ncomms10555
67. Kawasaki, T. Kawai, T. Toll-like receptor signaling pathways. Front.Immunol., 2014, 5, 461. doi:10.3389/fimmu.2014.00461
68. Khan N., Vidyarthi A., Pahari S., Negi S., Aqdas M., Nadeem S., Agnihotri T., Agrewala J. N. Signaling through NOD-2 and TLR-4 bolsters the T cell priming capability of dendritic cells by inducing autophagy. Sci. Rep. Scientific Reports, 2016, 6:1908. doi:10.1038/srep19084
69. Klemperer P. The concept of collagen diseases. Am. J. Pathol, 1950, Vol. XXVI, no. 4, pp. 505–519.
70. Komada T., Chung H., Lau A., Platnich J. M., Beck P. L., Benediktsson H., Duff H. J., Jenne C. N., Muruve D. A. Macrophage uptake of necrotic cell DNA activates the Aim2 inflammasome to regulate a proinflammatory phenotype in CKD. J. Am. Soc. Nephrol., 2018, Vol.29, no.4, pp. 1165–1181. doi: 10.1681/ASN.2017080863.
71. Kong D., Shen Y., Liu G., Zuo S., Ji Y., Lu A., Nakamura M., Lazarus M., Stratakis C. A., Breyer R. M., Yu Y. PKA regulatory II alpha subunit is essential for PGD2-mediated resolution of inflammation. J. Exp. Med., 2016, Vol. 213, no.10, pp. 2209–2226. doi: 10.1084/jem.20160459.
72. Kono H. Rock K. L. How dying cells alert the immune system to danger. Nature Rev. Immunol., 2008, Vol.8, no.4, pp.279–289. doi:10.1038/nri2215
73. Kono H., Karmarkar D., Iwakura Y. Rock K. L. Identification of the cellular sensor that stimulates the inflammatory response to sterile cell death. J. Immunol., 2010, Vol. 184, no.8, pp.4470–4478. doi: 10.4049/jimmunol.0902485.
74. Kovalenko A., Kim J. C., Kang T. B., Rajput A., Bogdanov K., Dittrich-Breiholz O., Kracht M., Brenner O., Wallach D. Caspase-8 deficiency in epidermal keratinocytes triggers an inflammatory skin disease. J. Exp. Med., 2009, Vol.206, no.10, pp.2161–2177. doi: 10.1084/jem.20090616
75. Land W. G. Role of Damage-Associated Molecular Patterns in Light of Modern Environmental Research: A Tautological Approach. International Journal of Environmental Research, 2020, Vol. 14, no.5, pp. 583–604. doi: 10.1007/s41742–020–00276-z
76. Land W G. Use of DAMPs and SAMPs as therapeutic targets or therapeutics: a note of caution. Mol. Diagn. Ther., 2020, Vol.24, no.3, pp.251–262. doi.org/10.1007/s40291–020–00460-z
77. Lee G. S., Subramanian N., Kim A., Aksentijevech I., Goldbach-Mansky R., Sacks D. B., Germain R. N., Kastner D. L., Chae J,J., The calcium-sensing receptor regulates the NLRP3 inflammasome through Ca2+ and cAMP. Nature, 2012, Vol.492, no.7427, pp. 123–127. doi: 10.1038/nature11588.
78. Ley K., Laudanna C., Cybulsky M. I., Nourshargh S. Getting to the site of inflammation: the leukocyte adhesion cascade updated. Nat. Rev. Immunol., 2007, Vol.7, no.9, pp.678–689. doi: 10.1038/nri2156.
79. Li Y., Xu P., Xu K., Cai Y.-S., Sun M., Yang L., Sun J., Lu S. Methotrexate affects HMGB1 expression in rheumatoid arthritis, and the downregulation of HMGB1 prevents rheumatoid arthritis progression. Molecular and Cellular Biochemistry, 2016, Vol. 420, no.1–2, pp.161–170. doi:10.1007/s11010–016–2783–1
80. Lindahl H., Olsson T. Interleukin-22 Influences the Th1/Th17 Axis. Front Immunol. 2021;12:618110. doi.org/10.3389/fimmu.2021.618110
81. Lopalco G., Cantarini L., Vitale A., Iannone F., Anelli M. G., Andreozzi L., Lapadula G., Galeazzi M., Rigante D. Interleukin-1 as a Common Denominator from Autoinflammatory to Autoimmune Disorders: Premises, Perils, and Perspectives. Mediators of Inflammation, 2015; 2015:194864. doi:10.1155/2015/194864
82. Lotfi R., Herzog G. I., DeMarco R. A., Beer-Stolz D., Lee J. J., Rubartelli A., Schrezenmeier H., Lotze M. T. Eosinophils oxidize damage-associated molecular pattern molecules derived from stressed cells. J. Immunol., 2009, Vol.183, no. 8, pp. 5023–5031. doi: 10.4049/jimmunol.0900504.
83. Lukens J. R., Gross J. M., Kanneganti T. D. IL-1family cytokines trigger sterile inflammatory disease. Front. Immunol., 2012, 3:315. doi.org/10.3389/fimmu.2012.00315
84. Ma F., Li B., Liu S., Lyer S., Yu Y., Wu A., Cheng G. Positive feedback regulation of type I IFN production by the IFN-inducible DNA sensor cGAS. J. Immunol., 2015, Vol. 194, no.4, pp.1545–1554. doi: 10.4049/jimmunol.1402066.
85. Maggi L., Montaini G., Mazzoni A., Rossettini B., Capone M., Rossi M. C., Santarlasci V., Liotta F., Rossi O., Gallo O., De Palma R., Maggi E., Cosmi L., Romagnani S., Annunziato F. Human circulating group 2 innate lymphoid cells can express CD154 and promote IgE production. Journal of Allergy and Clinical Immunology, 2017, Vol.139, no.3, pp.964–976.e4. doi:10.1016/j.jaci.2016.06.032
86. Mangan M. S. J., Olhava E. J., Roush W. R., Seidel H. M., Glick G. D., Latz E. Targeting the NLRP3 inflammasome in inflammatory diseases. Nat. Rev. Drug Discov., 2018, Vol. 17, no.8, pp.588–606. doi: 10.1038/nrd.2018.97.
87. Martin C. A., Carsons S. E., Kowalewski R., Bernstein D., Valentino M., Santiago-Schwarz F. Aberrant extracellular and dendritic cell (DC) surface expression of heat shock protein (hsp)70 in the rheumatoid joint: possible mechanisms of hsp/DC-mediated cross-priming. J. Immunol., 2003, Vol.171, no.11, pp.5736–5742. doi: 10.4049/jimmunol.171.11.5736.
88. Matha L., Romera-Hernandez M., Steer C. A., Yin Y. H., Orangi M., Shim H., Chang C., Rossi F. M., Takei F. Migration of lung resident group 2 innate lymphoid cells link allergic lung inflammation and liver immunity. Front Immunol., 2021;12:679509. doi.org/10.3389/fimmu.2021.679509
89. Matsuzawa-Ishimoto Y., Hwang S., Cadwell, K. Autophagy and Inflammation. Annual Review of Immunology, 2018, Vol. 36, pp.73–101. doi:10.1146/annurev-immunol-042617–053253
90. Matzinger P. Tolerance, Danger, and the Extended Family. Annual Review of Immunology,1994, Vol. 12, pp. 991–1045. doi:10.1146/annurev.iy.12.040194.005015